Pure Essential de BÜCHI Sistema de Cromatografía

Ideal para usuarios que dan sus primeros pasos en la cromatografía automatizada el Sistema de Cromatografía Pure Essential de BÜCHI se centra en los aspectos básicos de cualquier aplicación flash básica. Gracias al diseño del instrumento, su modularidad y su facilidad de uso, le resultará muy fácil empezar con la automatización y se beneficiará de una mayor velocidad y de infinitas posibilidades.

El Sistema de Cromatografía Pure Essential ofrece como ventajas un diseño y una configuración básicos. Es ideal como instrumento básico y para empezar con la automatización. Además del hardware, BÜCHI ha desarrollado un software que permite al usuario controlar de manera rápida y sencilla los parámetros más importantes de una ejecución. Se pueden conectar fácilmente y configurar automáticamente complementos como el detector UV o el colector de fracciones.

• El Sistema de Cromatografía Pure Essential ofrece como ventajas un diseño y una configuración básicos
• Gracias a las reducidas dimensiones del instrumento, se puede colocar incluso en laboratorios abarrotados, y su solidez lo hace altamente fiable
• Básico a la vez que potente gracias a una bomba de 50 bares, sensores de presión y reguladores

Crece conforme aumentan sus necesidades
Solución modular y ampliable

Siempre se empieza con lo mínimo. BÜCHI le proporciona asistencia en cada paso de su proceso de investigación y le ofrece la máxima flexibilidad en su paso de purificación. El Sistema de Cromatografía Pure C-900 acelera sus procesos de separación y aumenta la reproducibilidad. No obstante, en cualquier momento puede aumentar aún más la eficiencia de sus procesos de separación añadiendo un colector de fracciones y un detector UV para disfrutar de estas ventajas: recolección de fracciones activada por volumen o UV, supervisión de la eficiencia de los procesos de separación, detección de compuestos durante una ejecución y reducción de la evaporación de disolvente gracias a una recolección más precisa.

• Entre las posibilidades de ampliación se incluye la incorporación de un detector UV y un colector de fracciones al Sistema de Cromatografía Pure C-900
• No hay límites con respecto al tamaño de las fracciones recogidas
• Existen opciones adicionales que le permiten ser flexible con respecto a la carga de muestras (líquidas y sólidas) y el soporte para cartuchos (cualquier tamaño entre 4 – 5.000 g)

Fácil de usar
Cromatografía Plug and Play

Con los Sistemas de Cromatografía Pure Essential, las separaciones flash son más sencillas que nunca gracias a varias características clave del hardware y el software.
El Sistema de Cromatografía Pure Essential se puede instalar manualmente de manera sencilla, y tanto el colector de fracciones como el detector UV se configuran automáticamente. Gracias al innovador software de última generación, el sistema se puede controlar de manera intuitiva. Con solo unos clics, se puede programar un método o adaptar parámetros sobre la marcha.

• Navegación intuitiva proporcionada por un innovador software de última generación (métodos, datos de ejecuciones y ajustes generales)
• Se puede acceder fácilmente a todos los tubos y piezas del instrumento, que permiten al usuario supervisar y hacer un seguimiento del flujo del proceso
• La automatización simplifica todo el proceso de separación

Permite un funcionamiento seguro y eficiente y reduce cualquier preocupación por acontecimientos impredecibles
¿Por qué el Nuevo Sistema de Cromatografía Pure Essential de BÜCHI es ideal si me encuentro dando mis primeros pasos en Cromatografía?
El Sistema de Cromatografía Pure Essential se centra en los aspectos básicos de cualquier aplicación flash básica. Gracias al diseño del instrumento, su modularidad y su facilidad de uso, le resultará muy fácil empezar con la automatización y se beneficiará de una mayor velocidad y de infinitas posibilidades.

Tamaño compacto y solidez

Gracias a las reducidas dimensiones del Sistema de Cromatografía Pure Essential, se puede colocar incluso en laboratorios abarrotados. La bomba, que incluye el detector UV, se puede situar encima del colector de fracciones para ahorrar espacio. El dispositivo ofrece como ventajas una construcción de calidad sólida en general con cabezales de bomba de acero, racks del colector de fracciones extremadamente robustos y un resistente soporte para cartuchos. Está fabricado para resistir los rigores del uso diario.

Básico a la vez que potente y seguro
Aunque es básico, el Sistema de Cromatografía Pure Essential destaca por su potencia y seguridad. La bomba de 50 bares puede gestionar cualquier aplicación flash, con partículas de sílice grandes o pequeñas. Sus tres pistones garantizan un flujo sin pulsaciones que contribuye a una separación eficiente. El detector UV es muy sensible y permite detectar compuestos en concentraciones incluso más bajas. Además, el instrumento está equipado con un sensor de presión y es poco susceptible a los derrames gracias a su diseño inteligente.
Muchas separaciones flash solo requieren una configuración básica. Solo se necesita una bomba para agilizar el flujo de disolventes y muestras y, opcionalmente, un detector UV y un colector de fracciones.

Carga de muestras y recolección de fracciones sin límites
El Sistema de Cromatografía Pure Essential se adapta a sus necesidades.
El colector de fracciones es compatible con recipientes de diferentes tamaños y diseños: tubo, embudos y matraces. Además, el usuario puede elegir entre la carga de muestras líquidas o sólidas en función de la aplicación. Las muestras líquidas se pueden inyectar directamente mediante una válvula de inyección manual o mediante bucles o cámaras de muestras con capacidades de volumen entre 5 y 1.000 ml.

Se adapta a sus aplicaciones
Las aplicaciones pueden variar ampliamente en cuanto a escala y complejidad. Con el Sistema de Cromatografía Pure Essential, tendrá el equipo que necesita para cualquier aplicación. Puede conectar cualquier tipo de cartucho flash (con tamaños entre 4 y 5.000 g) o columnas de vidrio (con un diámetro interno de hasta 100 mm y longitudes de hasta 900 mm) en función de la cantidad de muestra que se vaya a purificar. Se puede instalar una cámara de mezclado a alta presión adicional (con tamaños entre 2,5 y 23 ml) para mezclar correctamente sus disolventes, especialmente cuando se usen en concentraciones bajas.

Opciones adicionales

La separación de una mezcla suele acabar con múltiples fracciones recogidas. La concentración de estas fracciones se puede llevar a cabo mediante el Rotavapor® de BÜCHI o mediante la tecnología Vortex de evaporación con el SyncorePlus de BÜCHI, que permite procesar varias muestras a la vez. El Sistema de Cromatografía Pure Essential es compatible con los mismos tubos de vidrio y racks del Rotavapor® y el SyncorePlus, lo que maximiza la eficiencia de sus procesos.
Siempre se empieza con lo mínimo. BÜCHI le proporciona asistencia en cada paso de su proceso de investigación y le ofrece la máxima flexibilidad en su paso de purificación.

Fácil acceso

Es necesario realizar tareas de solución de problemas y mantenimiento de vez en cuando al trabajar con sistemas de cromatografía. Por tanto, se puede acceder fácilmente a todos los tubos y piezas del Sistema de Cromatografía Pure, que permiten al usuario supervisar y hacer un seguimiento del flujo del proceso. Además, el detector UV está conectado externamente a la bomba para que la celda de flujo se pueda limpiar o sustituir fácilmente.

Automatización

La automatización simplifica todo el proceso de separación, ya que permite un funcionamiento seguro y eficiente y reduce cualquier preocupación por acontecimientos impredecibles. El software Pure Essential le guía paso a paso por el proceso de ejecución: cebado, equilibrado, carga de muestras, elución y enjuague. Por último, todos los datos de ejecuciones se guardan automáticamente y están disponibles en cualquier momento mediante informes detallados.

Mas información:

Calotropis procera (Aiton) Dryand Evaluación de la actividad antibacteriana y antifúngica de los extractos etanólico y acuoso de sus hojas

Autores

Mijail Mijares Bullaín Galardis Centro de Estudios de Biotecnología Vegetal. Facultad de Ciencias Agropecuarias Raúl Carlos López Sánchez Centro de Estudios de Biotecnología Vegetal. Facultad de Ciencias Agropecuarias Roberto Carlos Muñoz Leyva Departamento de Producción Vegetal. Facultad de Ciencias Agropecuarias José Ángel Morales León Centro de estudios de Química Aplicada. Facultad de Ciencias Técnicas. Universidad de Granma. Peralejo. Provincia Granma. Cuba Róbinson Hermosilla Espinoza Centro de estudios de Química Aplicada. Facultad de Ciencias Técnicas. Universidad de Granma. Peralejo. Provincia Granma. Cuba Contacto: mbullaing@udg.co.cu

Resumen
En Cuba Calotropis procera (Aiton) Dryand.se emplea como planta medicinal. De las hojas se obtuvieron los extractos etanólico y acuoso mediante la extracción asistida por ultrasonido y se llevaron a sequedad por rotoevaporación. La actividad antibacteriana y antifúngica se evaluó mediante el método de difusión en agar por diseminación superficial en disco de Bauer-Kirby con modificaciones. Los extractos no mostraron actividad frente a las bacterias Bacillus subtilis, Escherichia coli, Salmonella typhimurium y Staphylococcus aureus; y tampoco inhibieron el crecimiento de las levaduras Candida albicans y Saccharomyces cerevisiae. El tamizaje fitoquímico preliminar mostró la presencia de grupos de metabolitos secundarios con actividad antimicrobiana pero en pequeñas cantidades lo que pudo influir en los resultados obtenidos.

Palabras clave: Calotropisprocera, actividad antibacteriana, actividad antifúngica, tamizaje fitoquímico

Summary
In Cuba Calotropis procera (Aiton) Dryand is used as a medicinal plant. From the leaves, the ethanolic and aqueous extracts were obtained by ultrasound-assisted extraction and brought to dryness by rotoevaporation. The antibacterial and antifungal activity of the extracts was evaluated by means the diffusion method in agar by superficial disc dissemination of Bauer-Kirby with modifications.The extracts showed no activity against the bacteria Bacillus subtilis, Escherichia coli, Salmonella typhimurium and Staphylococcus aureus; and they also did not inhibit the growth of the yeasts Candida albicans and Saccharomyces cerevisiae. The preliminary phytochemical screening showed the presence of groups of secondary metabolites with antimicrobial activity but in small quantities which could influence the results obtained.

Keywords: Calotropis procera, antibacterial activity, antifungal activity, phytochemical screening

Introducción
Desde tiempos inmemoriales, en las diferentes culturas, el hombre ha utilizado las plantas medicinales para tratar y curar diversas enfermedades causadas por microorganismos patógenos. En la actualidad se observa un fenómeno de multirresistencia a los agentes antimicrobianos convencionales debido, entre otras causas, a su uso indiscriminado.

Esta situación, así como la aparición de efectos indeseables de ciertos antibióticos, ha llevado a los científicos a investigar nuevas sustancias antimicrobianas a partir de plantas consideradas popularmente medicinales [1].

Debido a esta problemática, una de las más serias que enfrenta la ciencia médica en la actualidad, organizaciones como la Organización Mundial de la Salud (OMS) y la Organización Panamericana de la Salud (OPS) han promovido el desarrollo de programas para la identificación, investigación, cultivo y conservación de plantas medicinales como fuente natural de principios activos para la obtención de nuevos agentes antimicrobianos.

Para realizar este trabajo resulta importante tener en cuenta el conocimiento empírico acumulado por la población en cuanto al manejo y uso de estas especies de plantas e incorporar los conocimientos técnicos especializados para optimizar estos procesos y favorecer de forma efectiva la conservación de estos importantes recursos filogenéticos [2].

La flora cubana es muy rica y variada, presenta más de un 50% de endemismo y, en algunas zonas entre el 70% y 80% de las especies tienen propiedades medicinales, sin embargo, ha sido poco estudiada, lo que ha limitado su explotación y aprovechamiento [3-5].

Calotropis procera (Aiton) Dryand., de la familia Apocynaceae, es conocida por los nombre comunes algodón de ceda, bomba, tula [6], algodón de la India [7], en Cuba se le nombra algodón americano, algodón de Judea, algodón de seda, algodón de playa, árbol de Judea, árbol de seda, cazuela, estrella de Holanda y estrella del norte [8].

Las raíces, el látex y la corteza de las raíces de la planta se emplean en la medicina tradicional para inducir el vómito y como laxante natural. Es también utilizada para combatir los síntomas provocados por diferentes enfermedades cutáneas (lepra, infecciones cutáneas bacterianas) y otras enfermedades como la sífilis [9]. Se le atribuyen también propiedades antinflamatorias y antisépticas [10].

Los reportes hallados en las fuentes consultadas sugieren que los extractos etanólico y acuoso de hojas de C. procera presentan actividad antibacteriana y antifúngica.

Ver más...

	Revista QuímicaViva
ISSN 1666-7948 www.quimicaviva.qb.fcen.uba.ar	Número 1, año 18, Abril 2019 quimicaviva@qb.fcen.uba.ar

Determinig the Concentration of an Unknown Sample Spectrophotometry

La espectrofotometría es la medición de la cantidad de energía radiante que absorbe o transmite un sistema químico en función de la longitud de onda; es el método de análisis óptico más usado en las investigaciones químicas y bioquímicas. El espectrofotómetro es un instrumento que permite comparar la radiación absorbida o transmitida por una solución que contiene una cantidad desconocida de soluto, y una que contiene una cantidad conocida de la misma sustancia.

La espectrofotometría es la medición de la cantidad de energía radiante que absorbe o transmite un sistema químico en función de la longitud de onda; es el método de análisis óptico más usado en las investigaciones químicas y bioquímicas. El espectrofotómetro es un instrumento que permite comparar la radiación absorbida o transmitida por una solución que contiene una cantidad desconocida de soluto, y una que contiene una cantidad conocida de la misma sustancia.

En la espectrofotometría es aprovechada la absorción de radiación electromagnética en la zona del ultravioleta y visible del espectro. La muestra absorbe parte de la radiación incidente en este espectro y promueve la transición del analito hacia un estado excitado, transmitiendo un haz de menor energía radiante. En esta técnica es medida la cantidad de luz absorbida como una función de la longitud de onda utilizada. La absorción de las radiaciones ultravioletas, visibles e infrarrojas depende de la estructura de las moléculas, y es característica para cada sustancia química.

La espectrofotometría ultravioleta-visible utiliza haces de radiación del espectro electromagnético, en el rango UV de 180 a 380 nm y en el de la luz visible de 380 a 780 nm , por lo que es de gran utilidad para caracterizar los materiales en la región ultravioleta y visible del espectro.

Fuente texto: Wikipedia
Fuente videos: Dominic Bergeron | Robert Ayton | Space Cadets Training

Efluentes Líquidos un ejemplo de empresa destacable

En este artículo haremos mención a una empresa específica cuya obra es digna de ser señalada. Se trata de la Avícola Pollolín que mediante una inversión de 11 millones de pesos desarrolló una planta de tratamiento de sus residuos líquidos en la meseta ubicada del otro lado del canal principal de riego. Extendiendo 7 kilómetros de una cañería de 300 milímetros y un caudal de 150 metros cúbicos por hora para llevar esas aguas residuales a los terrenos del noroeste de la ciudad donde la empresa desarrolla un proyecto forestal y avanza con los criaderos de pollos. El emprendimiento tiene como propósito: mejorar los efluentes industriales de la planta ubicada en el norte de Cipolletti, ampliar la planta de tratamiento frente al crecimiento en la producción e irrigar por goteo y previa filtración 45 hectáreas de sauces cuya forestación avanza más allá de las fronteras agrícolas del Valle.

Además el agua aportaría a la plantación el material orgánico que los suelos de la meseta no contienen. De los 75.000 a 80.000 pollos que se procesan todos los días en la planta de Pollolín se usa absolutamente todo: la sangre del pollo se transforma en harina mediante un biodigestor, lo mismo que las vísceras y las plumas. La grasa contenida en el agua se separa posteriormente en piletas de donde se extrae como una capa sólida superficial. El único residuo que tiene la planta es el agua que si bien no contiene productos tóxicos, alteraría la calidad del cuerpo receptor en caso de no ser tratada.

En nuestro laboratorio realizamos los controles correspondientes y seguimientos mensuales de las mencionadas aguas residuales, analizando parámetros tales como DBO, DQO, pH y conductividad desde la entrada a la planta de tratamiento, pasando por la salida de las lagunas anaeróbicas a la salida de las lagunas facultativas primarias, hasta llegar finalmente a la salida de las lagunas facultativas secundarias y el fin del tratamiento, constatando la eficiencia del tratamiento.

En cuanto al DQO se refiere, el cual se define por la cantidad de oxígeno necesario para oxidar la totalidad de la materia oxidable (tanto orgánica como mineral), obtuvimos valores que disminuyeron en un 94% con respecto a su valor inicial luego de ser tratados.

Si las aguas no fuesen tratadas generaría un impacto ambiental negativo debido a que los microorganismos patógenos de las aguas residuales convierten las aguas naturales en las que desaguan en inseguras como fuentes de suministro, la descomposición de la materia orgánica inestable despojaría al agua de su oxígeno y por lo tanto los peces morirían y la putrefacción de las materias orgánicas produciría olores y condiciones desagradables, hasta afectar adversamente las propiedades del agua.

El sistema de tratamiento por lagunas está basado en varios tipos de lagunas conectadas en serie, en paralelo o en una combinación de ambas, siendo un procedimiento eficiente para depurar las aguas servidas. Requiere de una gran inversión inicial y se necesita gran cantidad de espacio físico para su instalación, pero a largo plazo no son costosas de mantener y son sencillas de operar. Requieren muy poco o nulo suministro de energía, dado que tanto la remoción de materia orgánica como la disponibilidad de oxígeno están vinculadas a procesos naturales debidos a la reproducción de algas en las lagunas facultativas y procesos fotosintéticos.

Sólo se requiere energía para bombear el líquido residual a la primera laguna. Generan muy poco barro y debido a los prolongados tiempos de tratamiento son muy buenos sistemas de ecualización. Remueven eficientemente microorganismos patógenos, por lo que son consideradas la mejor tecnología para la obtención de agua para riego. Actualmente las lagunas funcionan como planta de tratamiento del desagüe industrial y además han alojado a varias especies de aves que han encontrados allí un nuevo hábitat.

Debemos fomentar el tratamiento adecuado de las aguas residuales no sólo industriales sino también domiciliarias y concientizar a la población acerca del impacto nocivo que genera en nuestro medio ambiente el volcado indiscriminado y despreocupado de efluentes.

Esta nota ha sido proporcionada por CALIBA, Cámara Argentina de Laboratorios Independientes, Bromatológicos, Ambientales y Afines.

Más información:
CALIBA
Av. de Mayo 981, 2º Piso, Of.
220 (C1084AAE), Buenos Aires, Arg.
Tel.: (54-011) 5274-0444
info@caliba.org.ar
www.caliba.org.ar

Flavor of Mango Fruits Chemicals pleasant

Intro to DIY Raman Spectroscopy Applied Science

Click on image

Fuente: Applied Science

Isómeros ácido l-Ascórbico y Ácido d-iso-Ascórbico Cuantificación en mermeladas de frutas Cromatografía Líquida de Alta Eficiencia

El ácido ascórbico es un compuesto con importantes características nutricionales. Antiguamente, este compuesto era conocido por su capacidad de prevenir el escorbuto, (1) pero actualmente existe gran interés científico en su capacidad antioxidante y en su funcionalidad nutricional para el organismo humano. (2)

La actividad antioxidante puede actuar capturando radicales libres tóxicos y especies reactivas de oxigeno, previniendo algunas enfermedades y disfunciones en los tejidos y reduciendo el proceso del envejecimiento (3,4) La vitamina C puede actuar en la formación del tejido conjuntivo y en el transporte de iones. (1)

Los casos de toxicidad implicando su ingestión son raros, pues se trata de una vitamina hidrosoluble y es regularmente excretada por el organismo, mientras que dosis excesivas ya se han relacionado con cálculos renales y, en casos más raros, con la anemia causada por la interferencia en la absorción de la vitamina B12. (5)

Más del 90% de la vitamina C presente en la dieta proviene de las frutas y vegetales, (6) principalmente de las frutas cítricas como las naranjas y sus jugos. (7) El tenor puede variar significantemente de acuerdo con las condiciones del cultivo, la época de plantación, la incidencia solar, el nivel de maduración, el manoseo post-colecta y la calidad del suelo. (8) Su uso es frecuente en las industrias alimenticia y farmacéutica, siendo estimado en 154 millones de toneladas en el año 2007. Aproximadamente el 50% de la producción está destinada al agregado en los alimentos, con la intención de prevenir la degradación de los pigmentos, evitar el oscurecimiento enzimático, disminuir las pérdidas del sabor y del aroma, proteger y aumentar los factores nutricionales y aumentar el tiempo de vida en las góndolas. (2)

En medio seco, el ácido ascórbico es estable pero puede degradarse gradualmente en función de la exposición a la luz. (9) Este compuesto en solución es fácilmente oxidado y degradado, siendo el proceso acelerado en presencia del cobre, hierro y álcali. (10)

Debido a la inestabilidad es necesario que las etapas de extracción, detección y cuantificación sean hechas bajo la observación de las condiciones controladas de temperatura y pH, ausencia de oxigeno y metales y presencia de agentes estabilizantes. (8, 11, 12)

Existen varios métodos capaces de determinar ácido ascórbico en muestras. (4) Los métodos biológicos fueron los primeros en ser desarrollados y se basan en la cantidad necesaria para prevenir el escorbuto en conejos de indias. Estos no son frecuentemente más aplicados debido al elevado tiempo de análisis, el alto costo y la baja repetitividad. (9,13) Actualmente los métodos químicos son los más utilizados. (9)

Tilmans, citado por Aldrigue, (9) fue el responsable por desarrollar un método colorimétrico muy empleado hoy en día. Luego de perfeccionamientos, este método fue considerado como patrón para la determinación de jugos y preparados de acuerdo con la Asociación Oficial de Química Analítica (AOAC). (14,15) El método corresponde a una titulación con el indicador 2,6-diclorofenol-indofenol (DCIP) en el cual el ácido ascórbico reduce este reactivo inicialmente azul a una solución incolora. En el punto final de la titulación, el exceso del indicador no reduce o confiere a la solución una coloración rosada, por lo tanto, el punto final puede ser verificado visualmente, sumado a métodos electroquímicos y fotométricos. (9) Esta es una técnica de fácil aplicación y bajo costo, principalmente cuando es comparada con las técnicas cromatográficas, por ejemplo, el uso del DCIP es frecuente tanto para productos alimenticios como para los productos farmacéuticos, siendo aún usado como base de comparación para nuevos métodos.

A pesar de que la AOAC indique este método como oficial, no puede ser aplicado para todas las matrices. Las sustancias presentes naturalmente en las frutas como los taninos, los compuestos sulfidrílicos y metales como el cobre, el hierro y el cobalto son también oxidados por DCIP. (15) Otro impedimento está en el hecho de la coloración natural de las muestras que interfieren en la visualización del punto final.

El ácido ascórbico presenta una estructura con seis carbonos y puede encontrarse en algunas formas isoméricas: ácido L-ascórbico (LAA), ácido D–ascórbico (DAA), ácido L–iso-ascórbico (LIAA) y ácido D–iso-ascórbico (DIAA) (Figura 1). El isómero más encontrado naturalmente en las frutas es el LAA que también es el más utilizado en el organismo para las funciones biológicas. (16) El DIAA también conocido como ácido eritrórbico y ácido D-araboascórbico presenta propiedades antioxidantes similares al LAA pero apenas el 5% de su actividad pro-vitamínica C. Este hecho está asociado a la diferencia estructural en la posición del grupo hidroxilo en el carbono 5. (17-19) El DIAA no se encuentra normalmente en los alimentos naturales, pero presenta gran importancia en la tecnología alimenticia pudiendo ser agregado como en las bebidas, los vinos y la carne, substituyendo a la LAA con lucros económicos sin que la capacidad antioxidante se pierda. (20,21)

Varios métodos que son capaces de cuantificar el ácido ascórbico en alimentos no discriminan entre sus isómeros, lo que genera imprecisión cuando se quiere evaluar la actividad vitamínica C. (9,19) Entre los métodos incapaces de diferenciar el LAA y el DIAA está el indicado por la AOAC. (21,22)

Entre los métodos cromatográficos, la cromatografía en papel y la de capa delgada presentan buenos resultados pero son poco utilizadas. La cromatografía gaseosa muestra buena linealidad y alta especificidad pero involucra etapas de derivación del ácido a trimetilsilil-éter. La cromatografía líquida de alta eficiencia (CLAE) es la técnica más utilizada, confiriendo resultados de alta sensibilidad, especificidad y simplicidad, (23,24) empleando columnas de fase reversa y par iónico, la amina ligada, columnas amino poliméricas o más frecuentemente C18. La detección puede ser hecha por la técnica electroquímica, fluorescente o por arreglo de diodos (DAD). (23)

Papa-Louisi y Pascalidou (25) separaron el LAA, el DIAA, el ácido dehidroascórbico (DHA) y el ácido úrico (UA) por CLAE. Usaron el DAD a 323 nm, fase móvil compuesta por 0,38 mg mL-1 de ditiotreitol, tampón fosfato de concentración 5 mmol L-1 y pH 5,0, 2 mmol L-1 de Na2EDTA y 5 mmol L-1 de bromuro de cetiltrimetil amonio.

Este trabajo tuvo como objetivo evaluar un método de identificación y cuantificación de LAA y DIAA en mermeladas de frutas. Verificándose la repetitividad, la linealidad y la recuperación.


Parte Experimental

Reactivos y patrones
El bromuro de hexadecil-trimetil-amonio fue obtenido de Sigma; el fosfato de sodio anhidro, el acetato de sodio y el ácido metafosfórico fueron obtenidos de Merck. El Na2EDTA fue comprado a Reagen. Los patrones de LAA y DIAA al 99 % de pureza fueron obtenidos de Synth (São Paulo, Brasil). El agua desionizada fue producida en el desionizador Milli-Q de Millipore.

Extracción de las muestras
Se utilizaron 10 diferentes muestras de mermelada de fruta: acerola con frutilla, naranja, rosela, acerola y goiaba, acerola y rosela, acerola y maná, acerola y maracuyá, acerola, acerola y banana y, por último, goiaba con rosela. Las mermeladas fueron obtenidas del proveedor Klaus J. G. Bouillon ME. Luego de la recepción, las muestras fueron divididas en pequeñas porciones y almacenadas bajo refrigeración en frascos ámbar. La extracción fue realizada en un tiempo cercano a los análisis para prevenir la degradación.

La extracción fue hecha con alícuotas de 0,5 g de mermelada. La muestra fue diluida y homogeneizada en 50 mL de ácido meta-fosfórico 1% por 3 min. El resultante fue centrifugado por 5 min a 3000 rpm, el sobrenadante fue filtrado en poros de 0,45 μm y aplicado al análisis por CLAE.

Análisis cromatográfica
El sistema cromatográfico consistió en un equipamiento HP Serie 1050 con detector de arreglo de diodos acoplado (DAD).

El tratamiento de los datos fue realizado en el software ChromQuest. La columna empleada fue Waters Spherisolb ODS-2 (250 x 4,6 mm). La fase móvil consistió en 2,3 mmol L-1 de bromuro de hexadecil-trimetil-amonio, 2,5 mmol L-1 de Na₂EDTA, 80 mmol L-1 de fosfato de sodio anhidro y 20 mmol L-1 de acetato de sodio, ajustando a pH 4,5 con ácido ortofosfórico. Fue aplicada una elución isocrática a 0,8 mL min-1. La detección fue realizada a 265 nm.

Validación del método
La selectividad del método fue evaluada utilizándose el DAD a través de la comparación de las respuestas de los compuestos en cuestión presentes en las muestras y también en la solución patrón. Los parámetros de comparación fueron: tiempo de retención, el espectro de absorbancia y la pureza del pico, comparando los espectros en el inicio, en el ápice y en el fin de cada pico. La posible presencia de compuestos no deseados también fue observada. La linealidad del sistema fue verificada por la construcción de una curva analítica con 10 diferentes concentraciones, variando entre 10 y 200 mg L-1. La repetitividad fue medida utilizando 10 replicatas de patrones siendo los patrones evaluados en dos niveles de concentración (30 y 100 mg L-1). La repetitividad también fue verificada analizándose por 10 replicatas la muestra de mermelada con frutilla. Los limites de detección (LD) y de cuantificación (LQ) fueron obtenidos a partir de la curva analítica, a través de la división entre el desvío patrón (s) obtenido en el test de repetitividad y el coeficiente angular de la curva analítica (S) (R=s/S). El LD fue calculado multiplicando R por 3,3 y el LQ fue calculado multiplicando R por 10. (26) El factor de asimetría (As) fue calculado al 10% de la altura de la banda cromatográfica (As = b/a; donde "a" es la banda izquierda y "b" la banda derecha). La resolución de los picos fue calculada en base al tiempo de retención de los picos (tR) y en el ancho de la banda de los mismos (wb) de acuerdo con la ecuación Rs = 2x(tR2 – tR1)/(wb1 + wb2). El factor de separación (α) fue calculado de acuerdo con la ecuación α = (tR2 – tm)/(tR1 – tm) en la cual "tm"es el tiempo muerto. (27)

Tasa de recuperación
La tasa de recuperación (REC) fue obtenida a través del agregado de una concentración conocida del compuesto de interés (Ca) en la muestra antes de la extracción. La tasa fue obtenida por la diferencia entre la concentración del compuesto encontrado en la muestra con la fortificación (Cf) y la muestra sin la fortificación (Ci) de acuerdo con la ecuación REC = (Cf – Ci) x 100/Ca. Fueron realizados agregados en dos niveles de concentración.

Resultados y discusión
Algunos estudios identifican y cuantifican el ácido ascórbico en frutas y jugos (4-7, 9, 15) pero son raros aquellos que tienen productos de elevado grado de procesamiento en foco, como mermeladas de frutas. El ácido ascórbico es muy inestable y en este puede ocurrir una alta degradación durante la fabricación de la mermelada, pues son necesarias etapas como la trituración, la homogeneización y la concentración a elevada temperatura hasta altos niveles de sólidos solubles o el completo tratamiento térmico (pasteurización).(28)

La exposición a la luz, el contacto con el oxígeno y la alta temperatura, pueden degradar el ácido ascórbico.

El procedimiento extractivo fue desarrollado teniendo como base lo indicado como oficial por la AOAC, (14) pero con algunas modificaciones. La primera alteración fue en el solvente: de acuerdo con la AOAC la extracción se realiza con ácido oxálico pero Aldrigue (9) verificó que el ácido meta-fosfórico (MPA) presenta una mayor eficiencia de extracción. Otra ventaja del MPA está en su capacidad de precipitar proteína e inactivar algunas enzimas. (9) En vista de estos hechos, el presente trabajo utilizó MPA al 1% como solvente de extracción.

La homogeneización de la muestra en el MPA fue realizada inicialmente por la agitación manual pero no fue eficiente, pues permanecieron partículas grandes en la solución. Para subsanar esta dificultad, la homogeneización fue hecha en el sonicador por 3 min. Luego de esta etapa el extracto fue centrifugado, filtrado y aplicado al método cromatográfico.

La mejor fase móvil para separar los isómeros fue definida de acuerdo con la revisión bibliográfica (Tabla 1). En esta puede observarse la predominancia de la combinación de un tampón y un par iónico. El detector más utilizado fue el DAD. Apenas un artículo utilizó un antioxidante artificial en la fase móvil. La fase estacionaria más citada fue la de la fase reversa octadecil (C18).

El presente estudio analizó el uso de una solución tampón de fosfato de sodio y el par iónico catiónico bromuro de hexadecil-trimetil-amonio como fase móvil. En la separación cromatográfica, el estado iónico de un compuesto es de fundamental importancia de forma que es esencial el uso de un tampón ácido o base para el control del pH del medio. Esta medida garantiza que el compuesto se mantenga en su estado molecular para la retención en la fase estacionaria. (34) El uso del par iónico en la fase móvil busca modificar dinámicamente la superficie de la fase estacionaria, absorbiendo compuestos iónicos hidrofóbicos, alterando los tiempos de retención. (35) Este es un tipo de cromatografía más complejo pues el equilibrio entre el par iónico y la fase estacionaria es lento, siendo más sensible a las variaciones de la temperatura, el pH y la concentración del par iónico. Debido a este lento equilibrio, la elución por gradiente no es recomendada. (36)

El EDTA posee un alto potencial antioxidante y fue agregado en los análisis para prevenir la degradación de los compuestos. La fase estacionaria empleada fue C18. Luego de los ensayos iniciales, la composición final y el pH del medio fueron establecidos de acuerdo con lo descripto en el ítem "Análisis Cromatográficas".

La validación del sistema fue realizada iniciándose por la selectividad. Como se trata de compuestos isómeros, no hay diferencia entre los espectros de absorción de ambos, por lo tanto, la diferenciación de los compuestos fue realizada apenas por el tiempo de retención.

Cuando las muestras fueron analizadas, los espectros de absorción se mantuvieron semejantes a los patrones en los tiempos de retención determinados, lo que indica pureza de los picos, o sea, ausencia de interferentes en el mismo tiempo de retención de los isómeros. Conforme lo expuesto el método puede ser clasificado como selectivo.

La repetitividad fue testeada utilizándose soluciones de 30 e 100 mg L-1. Durante este procedimiento fue observada una caída en el área de los picos. Esta área es directamente proporcional a la concentración del compuesto, o sea, hubo una degradación del mismo. Las alícuotas fueron preparadas al mismo tempo y aplicadas en el cromatográfico en el transcurso de los análisis. La diferencia fue del 56% entre el primero y el último análisis. Este hecho enfatiza la necesidad de procederse a las extracciones y diluciones tomando algunas precauciones: patrones diluidos, muestras y extractos mantenidos a baja temperatura, en frascos ámbar y bien cerrados hasta que se procediese a la próxima etapa; la extracción fue hecha lo más rápido posible, manteniéndose la regularidad del tiempo entre las diferentes muestras y el extracto de las muestras fue aplicado a la técnica cromatográfica inmediatamente luego de la extracción.

Luego de las modificaciones el desvío patrón relativo quedó debajo del 3%. La separación de los picos puede observarse en la Figura 2. Los picos presentaron una buena separación con resolución de 34,68 y el factor de separación es de 1,21. La resolución evalúa el grado de separación de los picos cromatográficos, siendo considerados los valores de resolución aceptables aquellos encima del 1,5. El factor de separación se calcula utilizando apenas el tiempo de retención corregido siendo que los valores por encima de 1,0 son aceptables. La simetría de los picos también puede ser considerada satisfactoria a la medida que fueron calculados los factores de asimetría debajo de 1,5 (1,2 para el LAA y 1,3 para el IAA). (27) El tiempo de elución del LAA fue de 10,58 ± 0,06 min; el DIAA se eluyó luego de 12,32 ± 0,07 min. Todos los resultados fueron sometidos al test de Grubbs (37) pero ninguno fue rechazado. Estos tiempos de elución indican una buena separación con un valor no muy próximo del inicio de la corrida en el cual generalmente se encuentran muchos picos, pero también no tan largo que perjudicaría el análisis en secuencia.

La linealidad fue verificada construyéndose una curva analítica. Los dos isómeros mostraron buena linealidad en el intervalo evaluado con el coeficiente de correlación encima de 0,99. Los coeficientes linear y angular del LAA fueron respectivamente, 28,5 y -33,7. Los coeficientes para el DIAA fueron 29,6 y -46,2, respectivamente. Para el LAA, los límites de detección y cuantificación calculados fueron 7 y 21 mg L-1, respectivamente. El DIAA presentó 5 mg L-1 para el LD y 14 mg L-1 para el LQ.

En el final de la evaluación el método se mostró selectivo y linear para los dos isómeros; los limites de detección y cuantificación fueron adecuados para las muestras en cuestión, se observó una alta capacidad de detección y cuantificación de estos compuestos en las mermeladas de frutas.

La recuperación del método fue verificada. El LAA y el DIAA fueron agregados en concentraciones de 100 y 50 mg L-1 en todas las muestras. Los valores obtenidos por el estudio de la recuperación quedaron entre el 87 y el 105 %, demostrando ser adecuado para las matrices complejas, conforme la Asociación Nacional de Vigilancia Sanitaria (ANVISA). (38)

Pudo ser cuantificada la cantidad de los isómeros del ácido ascórbico presentes en las mermeladas. El isómero DIAA no fue encontrado en ninguna de las muestras analizadas; apenas fue encontrado el LAA. En la Figura 3 se presenta el cromatograma relativo a la muestra de mermelada de acerola. En la Tabla 2 puede verificar-se la concentración del LAA para cada muestra, conjuntamente con el desvío patrón relativo. La muestra de mermelada de acerola presentó el mayor desvío patrón relativo (3,4%). Por su parte, la muestra de acerola con maracuyá fue la que presentó el menor desvío patrón (1,12%). Estos valores son considerados adecuados quedando bajo el valor máximo aceptable (5%). (38)

Cuantificación de los isómeros ácido L-ascórbico y ácido D-iso-ascórbico
La muestra de mermelada de acerola fue una de las que presentó mayor cantidad de LAA. El compuesto no fue encontrado apenas en la muestra de mermelada de rosela. Una comparación con las cantidades encontradas en la literatura no es posible debido a que los estudios sobre mermeladas son raros y pocos analizan mermeladas con más de una fruta. Una pequeña comparación fue hecha utilizando datos sobre frutas, jugos y pulpas para las mermeladas de acerola y naranja.

Araujo y sus colaboradores (39) encontraron concentraciones entre 1068 y 1836 mg de ácido ascórbico en 100 g de pulpa de acerola congelada. Maia y sus colaboradores (40) encontraron valores entre 573 y 594 mg de ácido ascórbico en 100 mL de jugo de acerola. La mermelada de acerola presentó menor concentración de ácido ascórbico que la pulpa, (39) pero valor próximo al del jugo. (40) Gokmen y sus colaboradores (41) verificaron lo referente al compuesto en algunas frutas, incluyendo la naranja (43,5 mg en 100 g). En la mermelada de naranja el ácido ascórbico fue encontrado en la concentración de 147 mg en 100 g. La producción de mermeladas aplica un mayor grado de procesos degradantes que en las pulpas congeladas o jugos este hecho puede justificar la diferencia entre los resultados.

La ingestión diaria recomendada (IDR) de vitamina C en Brasil y en los Estados Unidos es de 60 mg para un adulto. (42,43) Una porción de mermelada representa 25 mg (una cuchara de sopa). Seis de las mermeladas cuantificadas presentaron cantidades encima de la IDR para una porción. Se necesita una ingestión de un poco más de una porción de las mermeladas de naranja, acerola con banana y goiaba con rosela, para alcanzar la IDR, no necesitando de dos porciones.

Conclusión
El método propuesto y evaluado identificó y cuantificó los isómeros ácido L-ascórbico y ácido D-iso-ascórbico en las mermeladas de frutas. El método demostró ser selectivo, linear, repetitivo y con grado elevado de recuperación. El DIAA no fue encontrado en las muestras. El LAA fue encontrado en las muestra en concentraciones de hasta 605 mg en 100 g de muestras. Seis muestras presentaron valores por encima de la cantidad diaria recomendada, tres mostraron valores por encima de la IDR para hasta dos porciones y el ácido ascórbico no fue encontrado en apenas una mermelada.

Autores
Hernandez Bozardi da Rosa y Renata Cristine Tolotti.
Centro de Ciências da Saúde, Universidade de Caxias do Sul, Rua Francisco Getúlio Vargas, 1130, 95070-560 Caxias do Sul – RS, Brasil.
Diogo dos Santos Miron
Curso de Farmácia, Centro de Ciências da Saúde, Universidade de Caxias do Sul, Rua Francisco Getúlio Vargas, 1130, 95070-560 Caxias do Sul – RS, Brasil
Kellen Cristhinia Borges de Souza
Departamento de Ciências Básicas e da Saúde, Universidade Federal de Ciências da Saúde de Porto Alegre, Rua Sarmento Leite, 245, 90050-170 Porto Alegre - RS, Brasil

Contacto
e-mail: kellens@ufcspa.edu.br

Referencias
1. Vos, R. M. E.; Krebbers, S. F. M.; Verhoeven, C. H. J.; Delbressine, L. P. C.; Drug Metab. Dispos. 2002, 30, 106.
2. Henriques, H. N.; Câmara, N. R.; Carvalho, A. C. B.; Pantaleão, J. A. S.; Guzmán-Silva, M. A.; Rev. Bras. Ginecol. Obstet. 2009, 31, 124.
3. Kloosterboer, H. J.; EMAS 2004, 48, S30.
4. http://www.consultaremedios.com.br - visitada en Noviembre 2011.
5. http://www.ibge.gov.br – visitada en Noviembre 2011.
6. Polonini, H. C.; Santos, F. C.; Vaz, U. P.; Brandão, M. F.; Raposo, N. R. B.; Ferreira, A. O.; Quim. Nova 2011, 34, 516.
7. Couto, A. G.; Tavares, R. C.; Rev. Ciênc. Farm. Básica Apl. 2011, 32, 263.
8. Brasil, Ministério da Saúde, Agência Nacional de Vigilância Sanitária (ANVISA); Resolução RDC No 33, de 19/04/2000, Regulamento Técnico sobre Boas Práticas de Manipulação de Medicamentos em farmácias e seus Anexos.
9. Brasil, Ministério da Saúde, Agência Nacional de Vigilância Sanitária (ANVISA); Resolução RDC No 67, de 09/10/2007, Dispõe sobre Boas Práticas de Manipulação de Preparações Magistrais e Oficinais para Uso Humano em farmácias.
10. Papadimitriou, S.; Bikiaris, D.; Drug Dev. Ind. Pharm. 2009, 35, 1128.
11. Penning, T. M.; Lee, S. H.; Gutierrez, A.; Blair, I. A.; J. Steroid Biochem. Mol. Biol. 2010, 121, 546.
12. Fekete, S.; Fekete, J.; Ganzler, K. J.; J. Pharm. Biomed. Anal. 2009, 50, 703.
13. Donald, P.; Anti-Cancer Agents Med. Chem. 2009, 9, 642.
14. Comission, B. P.; British Pharmacopoeia 2011, The Stationery Office: London, 2011.
15. International Conference on Harmonization - ICH; International Conference on Harmonization of Technical Requirements for Registration of Pharmaceuticals for Human Use, Validation of Analytical Procedures: Methodology, 1996.
16. Heyden, Y. V.; Nijhuis, A.; Smeyers-Verbeke, J.; Vandeginste, B. G. M.; Massart, D. L.; J. Pharm. Biomed. Anal. 2001, 24, 723.
17. Paim, C. S.; Gonçalves, H.; Lange, A.; Miron, D.; Steppe, M.; Anal. Lett. 2008, 41, 571.
18. Paim, C. S.; Gonçalves, H. M. L.; Miron, D.; Sippel, J.; Steppe, M.; Chromatographia 2007, 65, 595.
19. Verheul, H. A. M.; van-Lersel, M. L. P. S.; Delbressine, L. P. C.; Kloosterboer, H. J.; Drug Metab. Dispos. 2007, 35, 1105.
20. Wang, M.; Ebmeier, C. C.; Olin, J. R.; Anderson, R. J.; Steroids 2006, 71, 343.
21. De Haan, P.; US pat 0,134,191 2006.
22. Glaenzer, K.; US pat 0,176,679 2005.
23. Glaenzer, K.; US pat 0,003,977 2006.
24. Favoretto, L. B.; Souza, J. M. O.; Bonfilio, R.; Azevedo, R. C. P.; Araújo, M. B.; Quim. Nova 2010, 33, 1585.
25. Frazon, M. A.; Silvestrin, M. S.; Visão Acadêmica 2010, 11, 59.
26. Oliveira, D. M.; Markman, B. E. O.; Uessugui, O.; Wu, E. M.; Magnelli, R. F.; Rev. Ciênc. Farm. Básica Apl. 2010, 31, 211.
27. Shabir, G. A.; J. Chromatogr., A 2003, 987, 57. 28. Ermer, J.; Ploss, H.; J. Pharm. Biomed. Anal. 2005, 37, 859.

Fuente: Química Nova, Volumen 35, Nº. 5, 1030-1035, 2012.

Cary 7000 Universal Measurement Spectrophotometer UMS

Click on image

See the NEW Cary 7000 UMS in action and learn how it will advance your materials measurement with power, ease, and flexibility never before possible.

Fuente: Agilent Technologies

Acid-Base Titration Curves Video

Click on image

Fuente: Bob Burk

DQO - DBO Demanda Química de Oxígeno - Demanda Bioquímica de Oxígeno

La diferencia principal entre la DBO y la DQO es que la DQO engloba la DBO, es decir , la DBO es parte de la DQO pero incluye más cosas. DBO y DQO son dos conceptos relacionados.

La DBO es la demanda biológica de oxígeno que tiene un agua. La cantidad de oxigeno que la biología presente en el agua echa en falta. Se mide en miligramos de oxígeno por litro de agua (mg O2/l).

La DQO es la demanda química de oxígeno del agua. Se mide también como la DBO en mgO2/l. Es la cantidad de oxígeno que químicamente demanda el agua.

La diferencia principal entre la DBO y la DQO es que la DQO engloba la DBO, es decir , la DBO es parte de la DQO pero incluye más cosas. DBO y DQO son dos conceptos relacionados.

La DBO es la demanda biológica de oxígeno que tiene un agua. La cantidad de oxigeno que la biología presente en el agua echa en falta. Se mide en miligramos de oxígeno por litro de agua (mg O2/l).

La DQO es la demanda química de oxígeno del agua. Se mide también como la DBO en mgO2/l. Es la cantidad de oxígeno que químicamente demanda el agua.

El dato de DBO que se suele dar es la DBO5 o la DBO a los 5 días. La DBO se puede medir en cualquier momento, a la hora, al primer día o al séptimo, valor que preferían los alemanes hace algún tiempo. Sin embargo se ha estandarizado la medición a 5 días. ¿Por qué se ha tomado 5 días? Porque es el tiempo medio que los ríos británicos tardan en llegar al mar. Ellos decidieron que era el valor que les interesaba medir para ver la contaminación biológica que de sus ríos llegaba al mar. El valor de DBO varia si es a la hora o al día.

Como hemos dicho la DQO siempre incluye a la DBO, por tanto la DQO siempre ha de ser mayor que la DBO. Algún laboratorio ha enviado analíticas de agua en los que la DBO era mayor que la DQO. Es un error de concepto. Puede ser que por la forma de medir, por un error de escala, lo que sea, salga mayor el número que da el valor de la DBO que el de la DQO pero nunca se debería dar ese resultado externamente. Yo creo que es mejor no dar nada y hablar con el suministrador de la muestra que dar un dato imposible.

La DQO es una medida que abarca no solo el valor total máximo de DBO sino también otras necesidades de oxígeno del agua. Al hacer la prueba se busca la oxidación completa de la muestra.

DBO y DQO están relacionadas y mantienen su relación para cada tipo de agua. La relación entre ellas no es igual para diferentes tipos de agua, es decir un agua residual urbana puede tener un 60% de la DQO en forma de DBO (valor promedio), pero las diferentes aguas industriales tienen diferentes porcentajes. Por ejemplo, un agua residual que provenga de una fábrica de tomates o de zumos, puede tener un 80-90% de la DQO en forma de DBO mientras que un agua proveniente de una industria tipo metalúrgica tendrá una DQO con un 30% de DBO. Los porcentajes por supuesto pueden variar según los casos, pero la relación para cada tipo de proceso entre DBO/DQO será parecido.

De cara al futuro, a mi modo de ver, la DQO se acabará convirtiendo en la referencia fundamental a tomar. Con el fin de poder actuar sobre el agua para su mejor depuración, hacer estudios, etc, no tiene sentido una medida que necesita 5 días para ser analizada (con los errores que además se suelen producir). Tiene mucho más sentido una medida instantánea y falta de algo medible al instante, una medida como la DQO cuyos resultados se pueden obtener en menos de 3 horas.

El futuro es la DQO y creo que debemos empezar a pensar ya en términos de DQO. Será necesario haber realizado previamente un estudio para saber la relación DBO/DQO aproximada para conocer las necesidades biológicas de oxígeno, pero en estos momentos donde todo va tan rápido y cada día más, 5 días para una medida parecen un exceso que igual tenemos que empezar a pensar que no es aceptable.

Fuente texto: www.aguaydepuracion.com
Fuente videos: NORLEYMORETO

The HPLC Advantage Using Different Chromatographic Modes Stevia rebaudiana Extract

Click on image

Fuente: HPLCSessions

Fluorophos Prueba sencilla para la determinación de una correcta Pasteurización

Fue reconocido ya por el año 1930 que la fosfatasa alcalina (ALP), una enzima presente naturalmente en todo tipo de leche, es inactiva en condiciones de temperatura ambiente ligeramente más altas que las que se requieren para matar el Mycobacterium tuberculosis y la mayoría de los demás patógenos presentes en la leche (71.7ºC/15 segundos).

Estas condiciones se utilizan comercialmente para pasteurizar la leche (pasteurización HTST). Se han desarrollado los métodos de prueba basados en medición de ALP a fin de demostrar que la leche ha sido correctamente pasteurizada.

Las pruebas desarrolladas para la medición de ALP en los años 1930 y usadas durante varios años estaban basadas en métodos de análisis por colorimetría, los cuales eran sólo semi-cuantitativos y relativamente insensibles con un límite de detección de alrededor del 0.1% en leche cruda.

En 1990 Rocco¹ publicó los resultados de una prueba colaborativa de un método fluorimétrico, el cual era lineal por encima de un amplio rango de valores de ALP, cuantitativo, preciso y sensible en niveles por debajo de 0.01% en leche cruda. El método, llamado Fluorophos® ALP, ha sido desarrollado y comercializado por Advanced Instruments, Inc., USA.

En un número de estudios se ha comparado el Fluorophos con otros métodos existentes menos sensibles de referencia por colorimetría y se ha establecido una relación de alrededor del 0.1% como punto límite en leche cruda.

Tabla 1: Determinación de ALP por AOAC y estudio comparativo Fluorophos (Rocco1) utilizando leche de vaca en los EEUU

Lechner² estudió el método Fluorophos utilizando leche de vaca en Alemania.

Tabla 2: Estudio de Lechner

Langridge³ resumió los resultados de un estudio que involucró a 22 laboratorios que probaron Fluorophos, Aschaffenburg Mullen y el método de referencia por colorimetría que se utilizaba por aquel entonces en la UE. Sigue a continuación una comparación entre los métodos Fluorophos y colorimetría UE en base a los resultados de muestras ciegas por duplicado.

Tabla 3: Comparación entre método UE (referencia) y Fluorophos (Langridge) utilizando leche vacuna provista en el Reino Unido

En los estudios arriba mencionados se comprobó un valor de Fluorophos de 500mU/l a fin de precisar la presencia de leche no-pasteurizada en el punto límite establecido (alrededor de 0.1% en leche cruda).

Sin embargo, un estudio donde se utilizaba leche de origen francés arrojó diferentes valores para 0.1% de leche cruda:

Tabla 4: Octubre de 2005 estudio por método UE de referencia en laboratorio (afssa)

Al realizar las comparaciones con métodos de colorimetría se menciona a la variabilidad de métodos como la principal razón para la falta de consenso.

Cambios introducidos a las pruebas de ALP testing dentro de la Unión Europea
En mayo de 2007 la UE aprobó el método de fluorimetría como método de referencia para la fosfatasa alcalina, requiriendo que cualquier método a considerarse para su uso debería validarse contra el valor de 500 a 350mU/l establecido para ALP en leche.

Comparación entre Flourophos y otros métodos de testeo
Estudios profesionales llevados a cabo por una empresa independiente en el Reino Unido han mostrado una considerable preferencia a favor del Fluorophos y Charm como métodos para determinación de actividad de ALP.

Comparación entre los valores medios obtenidos entre las mismas muestras testeadas bajo el “Proficiency Testing Scheme” de Control de Calidad

El método de referencia de laboratorio de la UE (afssa, Paris, France) comparado con el Charm (NovaLum) y el Fluorophos y también se muestra que el Charm está positivamente inclinado en la comparativa con el Fluorophos. (ver cuadro abajo)

Scintu et al.⁴ ha comparado el método de la UE con el Fluorophos para leche de oveja y se mostró que los valores R y r son cercanos a aquellos mencionados para la leche vacuna.

Referencias
1. Rocco; J.ASSOC. OFF. ANAL. CHEM. Vol. 73 No 6. 1990
2. Lechner & Ostertag Deutche Milchwirtschaft 23 (1146 – 1149) 1993
3. Langridge International Food Hygiene 10 (3) 31-33 1999)
4. Scintu et al (J Food Protection, Vl63. No 9, 2000 Páginas 1258-1261)

Para mayor información:
AADEE S.A.
Av. Triunvirato 4135 5° Piso l C1431FBD l
Buenos Aires l Argentina
Tel.: (+54-11) 4523 - 4848 l Fax: (+54-11) 4523 – 2291
www.aadee.com.ar - info@aadee.com.ar

BRIX Determinación de Azúcar por Densidad y Refractometría

Existen diferentes azúcares, por ejemplo: sacarosa, azúcar de malta, glucosa, fructosa. Cuando se habla de Brix se entiende sólo el contenido de sacarosa pura en una solución.

Pero a menudo también el jarabe de maíz de alta fructosa (HFCS) se mide y se expresa en grados ˚Brix. Esta concentración de azúcar se puede medir con densímetros y refractómetros. Ambos instrumentos son capaces de convertir los datos experimentales medidos automáticamente en grados Brix o HFCS.

¿Qué es el Brix (°Brix)?
Brix es la medición en porcentaje por peso de sacarosa en una solución de agua pura. Esta designación de grados Brix es válida sólo para soluciones de sacarosa pura. La sacarosa pura se extrae de la caña de azúcar o de la remolacha azucarera.

¿Qué es HFCS (High Fructose Corn Syrup - Jarabe de maíz de alta fructuosa)?
El (HFCS) es un edulcorante líquido que se extrae a partir del almidón de maíz que contiene principalmente fructosa y D-glucosa. El HFCS se utiliza para sustituir la sacarosa en las industrias de bebidas y alimentos. El HFCS está disponible en tres diferentes niveles de fructosa HFCS 42%, 55% y 90% (por ciento en peso) y se utiliza principalmente en los EE.UU.

Dos Métodos para medir el HFCS y el Contenido de Azúcar
Es posible medir el contenido del azúcar/fructosa ya sea con un medidor de densidad ó un refractómetro. Ambos métodos darán el mismo resultado si se mide la sacarosa pura/HFCS contenida en una solución.

Los Hidrómetros Brix son ampliamente utilizados para la medición de Brix.

Tienen relativamente buena precisión ±0,05 en el jarabe y ±0,02 Brix en bebidas y están disponibles a precios razonables. Una desventaja de los hidrómetros es que debido a los distintos operadores que lo utilizan y su forma de trabajar, los resultados pueden diferir mucho. Los hidrómetros son de cristal y por lo tanto muy frágiles.

Los Picnómetros miden con una buena precisión, pero no son adecuados para el control de todos los días, ya que llevan unos 30 minutos para cada medición.

Los Densímetros y Refractómetros digitales como los modelos DM40 y RM40 de Mettler-Toledo permiten medir directamente grados Brix o HFCS%.

Ambos métodos de medición permiten la conversión automática de densidad e índice de refracción en grados Brix o HFCS%. Con ambos métodos los resultados obtenidos son idénticos en la medición de sacarosa pura o fructosa pura y se pueden comparar entre sí.

Tablas de valores de conversión entre índice de refracción y densidad a Brix a 20°C

Definición de Densidad
La densidad es el cociente de la masa m y el volumen V de una sustancia (densidad de masa). Como la densidad depende principalmente de la temperatura, esta última se debe especificar siempre:

d=m /V[kg/m3] o [g/cm3]

Más información se puede encontrar en: www.density.com

Hay una relación directa entre la densidad y el BRIX. La densidad medida se puede convertir directamente en porciento en peso de contenido de sacarosa (°Brix). Esta conversión se basa en la tabla 109 de NBS Circular 440.

Definición de Índice de Refracción
Si un rayo de luz viaja de un medio a otro ópticamente menos denso, este cambia de dirección. Con el aumento del ángulo de incidencia, este alcanza un valor crítico en el que la luz no se escapa del medio más denso. Si se supera este ángulo crítico se produce la reflexión total. El índice de refracción se calcula a partir de este ángulo crítico. Como la refracción depende de la longitud de onda de la luz incidente, el índice de refracción se mide a la longitud de onda de la línea D del sodio (589,3 nm) como estándar y simbolizado por nD. El índice de refracción no sólo depende de la longitud de onda utilizada para medir, sino que también de la temperatura de la solución que se está midiendo.

Más información se puede encontrar en: www.refractometry.com

Hay una relación directa entre el índice de refracción y el BRIX. El índice de refracción medido se convierte directamente en porciento de peso de contenido de sacarosa (° Brix). Esta conversión se basa en la 16 ª sesión del Congreso Internacional de la Comisión de ICUMSA 1974.

¿Dónde son medidos el Brix y el HFCS y porqué?
Para cualquier muestra que contiene sacarosa o fructosa la medición de Brix se puede hacer para obtener el componente sólido de azúcar. Brix se define como el porcentaje de peso que contiene en solución de sacarosa pura. Para otros azúcares distintos de la sacarosa, se llama "Brix aparente" y es siempre un valor relativo. Aunque la designación de Brix es estrictamente válida sólo para soluciones cuyos sólidos son totalmente sacarosa, la industria utiliza la medición libremente para referirse a cualquier sólido dulce en un producto.

Sin embargo, hay otros productos de azúcar como sacarosa que no pueden dar el valor Brix correcto. Ejemplo: cuando se determinan los grados Brix de:

• Azúcar de malta
• Glucosa
• Miel

Los resultados obtenidos no son el verdadero grado Brix y son sólo valores relativos. Los valores de Brix obtenidos en una medición no sacarosa tanto con medidor de densidad o refractómetro no pueden ser comparados.

La siguiente tabla muestra los resultados de medición BRIX en diferentes muestras, medidos con un medidor de densidad y con un refractómetro. Los dos resultados son idénticos si sólo se miden soluciones de sacarosa puras; en todas las otras mediciones los resultados muestran valores diferentes con los dos métodos de ensayo.

Las mediciones Brix se hacen sobre todo en la industria de alimentos por razones de control de calidad y por la influencia que tiene en el precio el contenido de azúcar.

También tiene importancia en la época de la cosecha y la madurez de los frutos, pues el 90% del jugo fresco crudo es azúcar, por lo que la medición Brix es proporcional al contenido de azúcar.

Efectos de la Temperatura y la Concentración
La medición del contenido de Brix y el HFCS está influenciada por la temperatura. El coeficiente de corrección de la temperatura es dependiente de la concentración.

El valor Brix puede corregirse de acuerdo con la siguiente tabla

Corrección de la temperatura del índice de refracción con diferente concentración de una solución de sacarosa
Ver Tabla de dependencia de temperatura

Es claro que la corrección de la temperatura es dependiente de la concentración y por lo tanto, es necesario medir una solución siempre a la temperatura deseada. Los densímetros y refractómetros digitales portátiles tienen incorporado la compensación de temperatura para mediciones de Brix y de HFCS.

Nota: Estas compensaciones sólo son válidas para la sacarosa pura o soluciones HFCS. Darán compensaciones de temperatura incorrectas para otras muestras (por ejemplo: jugos de frutas).

Comparación de los métodos de densidad Antiguos con los Nuevos y Beneficios para los usuarios
Densidad

Paso 1: Calibración
Hidrómetro: Necesita Certificado de Calibración.
Picnómetro: No necesita calibración debido al método de test.
Densímetro Digital: Con aire y agua o estándares conocidos.

Beneficios de los medidores digitales de densidad:
• Es completamente automático con aire y agua.
• Es un método rápido y fácil.
• Tiene trazabilidad de acuerdo a GLP (impresión de datos de calibración).

Paso 2: Preparación de la muestra
Hidrómetro: Llenar la muestra dentro del vaso.
Picnómetro: Llenar la muestra dentro del picnómetro.
Densímetro Digital: Inyectar la muestra con jeringa o automáticamente.

Beneficios de los medidores digitales de densidad:
• Es un método rápido y fácil, especialmente comparado con el Picnómetro.
• Sin reajuste de volumen por cambio de temperatura.
• Requiere un pequeño volumen de muestra.
• La manipulación de muestras pegajosas y viscosas se reduce al mínimo.

Paso 3: Control de Temperatura
Hidrómetro: Unidad termostática Ex- terna.
Picnómetro: Unidad termostática Ex- terna.
Densímetro Digital: Termostato incorporado.

Beneficios de los medidores digitales de densidad:
• Es rápido y muy preciso debido a los pequeños volúmenes de las muestras.
• No requiere baños termostáticos.
• Productos sensibles (sin condensación de humedad, agua).
• Permite la eliminación de errores en el control de temperatura.
• La medición se realiza siempre a la temperatura deseada, no necesitando de corrección de temperatura.

Paso 4: Medición
Hidrómetro: Empuje (léase nivel de flotación).
Picnómetro: Pesada (Peso del picnómetro de un volumen conocido lleno de muestra).
Densímetro Digital: Oscilación (medidas de frecuencia de oscilación del tubo en U lleno de la muestra).

Beneficios de los medidores digitales de densidad:
• Solo con pulsar una tecla y luego es automático.
• Alta reproducibilidad (no depende del operador).
• Es rápido, fácil de operar y con alta precisión.
• Aguarda hasta que se estabilice la temperatura y el valor de medición.
• No hay errores de lectura visual.
• Medición de series muy rápidas con cambiador automático de muestra.
• Amplio rango Brix.

Paso 5: Resultados
Hidrómetro: Manual.
Picnómetro: Manual.
Densímetro Digutal: Impresión de Brix. Transparecia a PC o LIMS.

Beneficios de los medidores digitales de densidad:
• Conversión directa e impresión de BRIX (sin error manual propenso).
• Resultado de hasta 5 dígitos (±0.003%BRIX).
• Impresión de acuerdo a GLP.
• Transferencia a PC / LIMS.
• Los resultados no son afectados por el operador.

Beneficios Generales de los medidores digitales de densidad
• Mediciones precisas y muy rápidas.
• Fáciles de operar.
• Reducción de errores, posibilidad para ser operado por personas no calificadas.
• No hay posibilidad de rotura de vidrios.
• Calculo directo de BRIX.
• Menos muestra, menor gasto.
• Fácil de limpiar.
• Cambiador de muestras para medición en serie.
• Transferencia de datos a LIMS.

Refractometría

Paso 1: Calibración
Refractómetro Abbe Visual: Con vidrio certificado.
Refractómetro Digital: Con agua o 2 estándares conocidos.

Beneficios del refractómetro digital:
• Automático, de rápida y fácil calibración.
• Sin rotura de vidrio para calibrar como con el Abbe (muy caro debido a la alta precisión del vidrio).

Paso 2: Preparación de la muestra
Refractómetro Abbe Visual: Añadir la muestra al prisma.
Refractómetro Digital: Añadir la muestra al prisma.

Beneficios del refractómetro digital:
• Es un método fácil, porque se añade directamente la muestra al prisma, sin cerrar el mismo. Pues al cerrar el refractómetro Abbe se puede provocar errores si la muestra es expulsada en ese momento, siendo necesaria entonces una nueva adición.

Paso 3: Control de Temperatura
Refractómetro Abbe Visual: Unidad termostática Externa.
Refractómetro Digital: Termostato electrónico incorporado (Peltier).

Beneficios del refractómetro digital:
• Control muy preciso y automático de la temperatura.
• Tiempo corto de espera para el equilibrio de la temperatura.
• No necesita compensación de temperatura, mediciones a temperaturas deseadas.

Paso 4: Medición
Refractómetro Abbe Visual: Medición de lectura manual.
Refractómetro Digital: Medición de lectura Digital.

Beneficios del refractómetro digital:
• Rápido, fácil y de alta precisión.
• Arranque totalmente automático de la medición a la temperatura deseada y con resultados estables (ausencia del operador).
• Medición automática de BRIX.
• Sin errores, debido a lecturas de ojo humano.
• Medición de series muy rápidas con cambiador automático de muestras.

Paso 5: Resultados
Refractómetro Abbe Visual: Manual.
Refractómetro Digital: Impresión de BRIX. Transferencia a PC o LIMS.

Beneficios del refractómetro digital:
• Resultados no son afectados por la técnica individual del operador.
• Conversión directa e impresión de BRIX (sin error manual propenso).
• Impresión de acuerdo a GLP.
• Transferencia de datos a PC / LIMS.
• Medición automática con cambiador de muestra.

Conclusión
Densímetros y refractómetros digitales modernos ofrecen una forma flexible para cualquier medición de BRIX o concentración de fructosa. Ambos métodos dan resultados rápidos y altamente reproducibles. Los resultados son independientes del operador. El termostato incorporado hace superfluo el uso de un baño termostático adicional y permite mediciones rápidas y altamente precisas.
Estos instrumentos digitales pueden ser conectados a un cambiador de muestras para la medición de muestras en serie y a un ordenador o LIMS para la transferencia de datos.

Gracias a todas estas características, los instrumentos se pueden colocar en el laboratorio de control de calidad para mediciones rápidas y fáciles. Los medidores de densidad y refractómetros LiquiPhysics tienen una función de control de calidad integrado en el que compara el valor medido para un producto con los límites inferior y superior definidos para este producto.

Se encuentra disponible mayor información en:
www.density.com y www.refractometry.com

Para más información:
TEC INSTRUMENTAL S.A.
Tel.: (54-11) 5435-8840
info@tecinstrumental.com
www.tecinstrumental.com

Ir a:

Sugarcane

Non-Destructive Testing of Advanced Materials Agilent Technologies

Click on image

A vital aspect of all testing processes is that they can be carried out non-destructively and remotely. Portable and handheld infrared spectrometers have become some of the most reliable solutions for characterizing materials using non-destructive tests, Agilent's 4100 ExoScan is highly effective in this area. Partnering with the University of Delaware and the Boeing corporation for composite analysis, Agilent continues to advance non-destructive testing by taking the analysis directly to the sample site.

Fuente: Agilent Technologies

Espectrofotómetro UV-Visible Esquema Básico

Pesticides & Pollutants MRM Database Overview Gas Chromatography

Click on image

Overview of the pesticides and environmental pollutants MRM database. It introduces you to the content and layout of the database in excel format.

Fuente: Agilent Technologies

Residuos de Organofosforados en Leche Implementación de Métodos Analíticos Pinto Bastos, Vieira Gouvêa, Málaga, Morelli Cardoso, Couto Jacob y Wanderley da Nóbrega

Se ha desarrollado un estudio, para la implementación de métodos analíticos, para la determinación de residuos de organofosforados en leche por cromatografía a gas con detector fotométrico de llama.

Uno de los países que más utiliza agrotóxicos (agroquímicos) es Brasil. En 2009, cerca de 720.000 t de productos comerciales formulados fueron vendidos, correspondiendo a 330.000 t de ingredientes activos. (1) El estudio de la clase de los organofosforados tiene gran importancia, debido a su uso intensivo y su alta toxicidad. (2).

Los agrotóxicos son utilizados como la principal estrategia en el combate y prevención de plagas agrícolas y en el aumento de la producción de alimentos. Con todo así, los residuos y trazas de estos principios activos y de sus productos de degradación pueden quedar en los alimentos y necesitan ser monitoreados para analizar la ingestión del agente químico residual. (3)

La leche cuenta con un alto consumo a nivel nacional y puede contener residuos de agrotóxicos provenientes de diferentes fuentes, como contaminación de pastos, raciones y cereales; contaminación del medio ambiente; uso de desinfectantes en los corrales y establecimientos de producción lechera y el empleo de productos veterinarios en el ganado lechero. (4)

En este trabajo fue analizada la implementación del método analítico para la determinación en la matriz leche de residuos de 49 agrotóxicos y de 4 productos de degradación de la clase de los organofosforados. De entre los organofosforados analizados el 75% son permitidos para el uso en la agricultura de cereales y hortofrutícolas de granja, aproximadamente el 15% están presentes en medicamentos veterinarios y cerca del 20% poseen su uso permitido como desinfectante. (5)

A pesar de que el 15% de los organofosforados estudiados no poseen el uso permitido dentro del territorio brasileño, fueron incluidos en la validación de método por las necesidades nacionales de análisis de las buenas prácticas agrícolas. Los agrotóxicos clorfenvinfós, clorpirifós, diazinona, diclorvós, etiona y fenitrotiona son utilizados en medicamentos veterinarios para el combate a ectoparasitos y, excepto el diclorvós, son también utilizados en hortofrutícolas de granja, cereales y desinfectantes, representando cuatro posibles medios de dejar sus residuos en la leche. (4,6)

La complejidad de la composición de los alimentos trae dificultades para la cuantificación de los agrotóxicos, siendo necesaria una etapa de limpieza do extracto (clean up) para reducir las interferencias luego de la extracción con solvente. Estas dificultades fueron minimizadas luego del desarrollo de métodos multi-residuales que hicieron posible el análisis de un gran número de sustancias con altos porcentajes de recuperación (exactitud) de los analitos y la remoción de las posibles interferencias de la muestra; presentaron una buena precisión y robustez y redujeron el trabajo técnico y el uso de solventes. (7,8)

Teniendo en cuenta que la legislación brasileña permite el uso de más de 200 ingredientes activos en la agricultura y como desinfectantes, la utilización de métodos multi-residuales es importante para agilizar el trabajo analítico y así responder a las demandas de la salud pública. (3)

Se introdujo un nuevo método de preparación de muestra para la extracción de residuos de agrotóxicos que recibió el nombre de fantasía de QuEChERS. Este método busca reflejar las mayores ventajas (Quick, Easy, Cheap, Effective, Rugged, Safe), o sea, ser rápido, fácil, económico, efectivo, robusto y seguro.

Las etapas que conforman el método son extracción con acetonitrilo seguido de partición, promovida por la adición de sales (sulfato de magnesio-MgSO4), cloruro de sodio (NaCl) y/o acetato de sodio (Na(C2H3O2) y limpieza de la muestra con sorbentes, como C18, alúmina, PSA (primary secondary amine) y carbono con grafito (para uso en muestras con clorofila).

La utilización del solvente acetonitrilo permite la extracción de una amplia franja de agrotóxicos con diferentes polaridades y cuando es acidificada, favorece la extracción de sustancias que presentan problemas de estabilidad en un medio básico. El uso de acetonitrilo, no es adecuado para análisis en cromatografía a gas en el modo splitless, debido a su gran expansión de volumen durante la vaporización, lo que puede interferir en los detectores selectivos y favorecer la degradación de algunos agrotóxicos. (10)

En función de esto en este estudio, luego del proceso de extracción con acetonitrilo, en la etapa final el extracto orgánico fue secado y el solvente reemplazado por acetato de etilo, más adecuado a la cromatografía a gas con detección por fotometría de llama (CG-DFC). La utilización de la sal secante, sulfato de magnesio, tiene como objetivo la remoción del agua y el favorecer la recuperación de los agrotóxicos polares. En contrapartida, la hidratación del sulfato de magnesio, genera una reacción exotérmica que calienta la muestra a temperaturas de 40°C a 45°C en la etapa de extracción/partición, favoreciendo la recuperación de los agrotóxicos apolares. (11)

El método QuEChERS introdujo una nueva denominación al procedimiento de limpieza de la muestra, llamada de extracción en fase sólida dispersiva (D-SPE) en la cual, diferentemente del procedimiento de limpieza tradicional (SPE) que utiliza cartuchos ó columnas, los sorbentes son adicionados directamente al extracto orgánico y permiten que la limpieza de la muestra y la reducción del agua residual sean realizados concomitantemente. (9) El método ha demostrado ser el adecuado también para muestras con bajos tenores de gordura (< 2% de gordura) con la leche (12) pasteurizada a Ultra-alta temperatura (UAT).

El objetivo del trabajo fue la implementación del método de extracción dispersiva QuEChERS en la leche integral UAT en embalaje Tetra Pak y leche pasteurizada en embalaje plástico, para la determinación de residuos de agrotóxicos de la clase de los organofosforados. Fueron analizados 49 agrotóxicos de la clase de los organofosforados y 4 productos de degradación, totalizando 53 sustancias.

Parte Experimental

Muestras de leche blanca (matriz)
Dos muestras de leche integral provenientes del estado de Minas Gerais – una en embalaje Tetra Pak (UAT) y otra en embalaje plástico (leche pasteurizada tipo A) – fueron analizadas en la etapa de implementación del método. Como en los respectivos rótulos constaba la información de que ambas eran de procedencia orgánica, fue efectuado un análisis previo para confirmar la ausencia de los agrotóxicos en estudio.

Patrones y reactivos
La mayoría de los patrones de agrotóxicos certificados de la clase de los organofosforados, posee grado de pureza superior a 95% (Dr. Ehrenstorfer – Augsburg, Alemanha), excepto los agrotóxicos: tiometona (48%), profenofós (92%), mevinfós (91%), etoprofós (93%), terbufós (93%), etrinfos (60%), fosfamidona (92,5%), formotiona (92%), fenamifós (92,5%) y triazofós (78%).

Fueron utilizados acetonitrilo, iso-octano y acetato de etilo, solventes orgánicos de alta pureza y grado cromatográfico (Merck y Tedia); MgSO4 PA (Merck); sorbente Bondesil-PSA 40 mm (Varian); C18 35-75 mm (Alltech); Al2O3, 90, neutro70-230 # ASTM (Merck), previamente pasado por mufla a 550°C por 3 horas y Na(C2H3O2) anidro (Spectrum) secado a 220°C por 3 horas antes de ser usado.

Soluciones de stock
Fueron preparadas 53 soluciones de stock (SS) de los agrotóxicos y/o derivados a ser evaluados en solvente acetato de etilo en la concentración nominal de 100 mg mL-1.

Soluciones intermediarias
A partir de las soluciones de stock (SS), fueron preparadas dos soluciones distintas (S1 y S2) intermediarias de trabajo. La elección de los agrotóxicos de cada solución fue hecha en función del tiempo de retención de cada sustancia, de modo que no hubiese dos con el mismo tiempo de retención en minutos (tR min), haciendo posible de esa forma, una separación inequívoca de todos los organofosforados evaluados. Cuando se detecta en la determinación analítica de una muestra desconocida, la presencia de agrotóxicos con el mesmo "tR min", la identidad del analito deberá ser confirmada por el empleo de por lo menos, uno de los siguientes procedimientos: (13) otra columna con fase estacionaria de polaridad diferente, otro detector ó espectrometría de masas con identificación por la biblioteca de espectros de los agrotóxicos.

La S1 fue compuesta de los siguientes agrotóxicos y de productos de degradación, ordenados en orden crescente de "tR min", entre paréntesis: nalede (3,694), metamidofós (4,322), acefato (7,287), demetom-S-metílico (10,228), ometoato (11,482), tiometona (12,403), diazinona (13,291), dissulfotom (14,770), isazofós (17,123), clorpirifós-metil (19,805), parationa-metílica (21,560), pirimifós-metílico (22,053), paraoxon etílico (22,440), fenitrotiona (24,385), parationa-etílica (24,945), bromofós-metílico (29,762), bromofós-etílico (29,762), protiofós (33,690), profenofós (37,002), dissulfotom-S-sulfurona (40,815), etiona (40,950), metidationa (44,849), carbofenotiona (48,435), fosalona (66,500), pirazofós (69,337) y azinfós-Etílico (72,718). El paraoxon-etílico y la disulfotom-S-sulfurona son productos de degradación de la parationa-etílica y del disulfotom, respectivamente.

La S2 fue compuesta de los siguientes agrotóxicos y de dos de los productos de degradación, también ordenados en orden creciente de "tR min": diclorvós (3,699), mevinfós (5,710), etoprofós (9,105), forato (11,315), terbufós (12,411), tebupirinfós (12,571), monocrotofós (14,589), etrinfos (15,241), dimetoato (16,403), paraoxon-metílico (20,634), fosfamidona (21,813), formotiona (22,180), malaoxon (23,509), clorpirifós (24,646), malationa (25,545), pirimifós-etílico (27,276), fentiona (27,803), clorfenvinfós (30,705), tetraclorvinfós (35,711), iodofenfós (37,429), fenamifós (38,004), vamidotiona (41,968), sulprofós (47,676), triazofós (55,106), piridafentiona (63,645), fosmete (66,536), azinfós-metílico (71,084). El paraoxon-metílico y el malaoxon son productos de degradación da parationa-metílica y malationa, respectivamente.

Las Figuras 1 y 2 presentan los cromatogramas de las S1 y S2 de los agrotóxicos estudiados en la matriz de leche.

Las S1 y S2 fueron utilizadas para preparar las curvas analíticas en acetato de etilo, en el extracto de leche orgánico blanco y en la fortificación del leche blanco en el estudio de la tasa de recuperación.

Soluciones intermediarias utilizadas en la calidad garantizada
Para garantizar el control individual del proceso analítico y la validad de los resultados, fueron utilizadas dos soluciones intermediarias (QA1 y QA2): clorpirifós-metil, en la concentración nominal de 0,3 μg mL-1 en el solvente de acetato de etilo (QA1), fue escogido por mL-1 por representar adecuadamente las características físicas y químicas de la clase de los organofosforados.(14)

Los resultados analíticos de la muestra son considerados válidos si la recuperación del clorpirifós-metil estuviese entre 70% y 120%. En el caso contrario, debe verificarse todo el procedimiento realizado y si fuese necesario, repetir el proceso de extracción y limpieza de la muestra. (13)

Para el control del equipo, la parationa-metílica, en la concentración nominal de 1 μg mL-1 en acetato de etilo (QA2), fue adicionada en el inicio de cada secuencia de inyección, con el objetivo de monitorear el sistema cromatográfico en el momento del análisis de las muestras.

El criterio de evaluación adoptado fue el CV de 10% para el área obtenida en el QA2. Con todo así un nuevo CV podrá ser determinado con base en una serie histórica de sucesivas evaluaciones.

Condiciones Cromatográficas
Equipo: Cromatógrafo a Gas HP 7890 (Agilent), equipado con detector por fotometría de llama (CG-DFC) en modo fósforo (P); sistema de inyección automático y estación de trabajo - ChemStation. Temperaturas del inyector y detector de 230ºC y 250ºC, respectivamente. Columna 50% fenil-metil siloxano (DB-17MS) con 30 m de longitud; 0,25 mm de d.i. y 0,25 mm de espesura del film. Programación de temperatura del horno de 100ºC (0 min), 25 ºC/min a 170ºC (1 min), 1 ºC/min a 180ºC (1 min), 1 ºC/min hasta 230°C (0 min), 5 °C/min hasta 260°C (5 min), 20 ºC/min hasta 280°C (10 min). Flujo de gas portador (hélio) = 1,5 mL min-1, flujo de la purga del septo = 3,0 mL min-1, flujo total = 61,5 mL min-1, flujo del gás make-up (nitrógeno) = 60 mL min-1, modo de inyección splitless = 1,0 min, volumen inyectado = 1,0 mL.

El tiempo total de la corrida fue de 80 min y la integración fue hecha por el parámetro del área de los picos.

Procedimiento analítico multi-residuos
El método multi-resíduos utilizado fue basado en la metodología (9) desarrollada en 2003, denominada QuEChERS.

Extracción de los agrotóxicos
Cerca de 15 g de la muestra, luego de la homogeneización por 5 min en licuadora de vaso de vidrio, fueron pesadas y colocadas en frasco de 50 mL para uso en centrífuga. En seguida, fue añadido 1 mL del QA1 (clorpirifós-metil) y homogeneizado. Luego de 25 min, fue iniciada la extracción con la adición de 15 mL de acetonitrilo (1% ácido acético) y agitación en Vortex. Fueron realizadas dos etapas de la limpieza de la muestra con extracción en fase sólida dispersiva (SPE-D): en la primera, fueron añadidos MgSO4 + 1,5 g Na(C2H3O2) y en la segunda, fueron estudiadas varias combinaciones de sorbentes, que se encuentran indicados en el listado abajo citado de este texto. El diagrama de dos etapas de extracción dispersiva se encuentra representado en la Figura 3.

Criterios utilizados en la evaluación do método
El primer criterio a ser evaluado fue el de la selectividad, luego de este se evaluó la mejor combinación de sorbentes en la fase estacionaria para la segunda etapa de la SPE-D, el efecto matriz, la linealidad, la precisión, la exactitud, los limites de detección y cuantificación.

Selectividad
Las muestras blanco matriz de la leche fueron sometidas al método de extracción de organofosforados y la selectividad fue confirmada por la ausencia de picos en los tiempos de retención de las sustancias estudiadas presentes en las S1 y S2. (14)

Evaluación de la mejor combinación de sorbentes para la extracción en fase sólida dispersiva (SPE-D)
Las muestras blanco fueron fortificadas, respectivamente, con las concentraciones que variaron de 0,050 a 0,100 mg kg-1 de las S1 y S2, de acuerdo con los organofosforados estudiados. Luego de 25 min de la fortificación, que permitió la interacción entre el agrotóxico y la matriz, se inició el proceso de extracción. Fueron utilizadas seis diferentes combinaciones de sorbentes para la evaluación de la mejor tasa de recuperación de los organofosforados adicionados en la S1 y S2: A) 50 mg PSA + 150 mg MgSO4; B) 50 mg C18 + 150 mg MgSO4; C) 50 mg alúmina + 150 mg MgSO4; D) 50 mg PSA + 50 mg C18 + 150 mg MgSO4; E) 50 mg PSA + 50 mg alúmina + 150 mg MgSO4 y F) 50 mg PSA + 50 mg C18 + 50 mg alúmina + 150 mg MgSO4.

En seguida, las recuperaciones de los 53 analitos presentes en la S1 y S2 fueron evaluadas y comparadas con la concentración real de las muestras fortificadas (leche con S1 o S2).

Efecto de la respuesta cromatográfica acentuada e inducida por la matriz blanco de leche
La naturaleza de la matriz ("efecto matriz") - solventes orgánicos (15) o el extracto de la muestra - que contiene los analitos puede aumentar o disminuir la respuesta del detector.
Para evaluarse este efecto, se siguió el procedimiento (16) que identificó la respuesta cromatográfica de cada organofosforado en el solvente y en la matriz de tomate. Se utilizó la matriz leche integral UAT y fueron analizadas las soluciones S1 y S2 en cinco diferentes niveles, correspondientes a las concentraciones nominales de 0,01; 0,02; 0,03; 0,04 y 0,05 mg mL-1.

Estudio de la linealidad de la franja de trabajo
Para el estudio de la linealidad de la franja de trabajo, 1 mL del extracto orgánico del blanco de leche, colocado en frascos de vidrio de 3 mL, fue secado en una atmósfera de N2. En seguida, se le añadió 1 mL de los extractos orgánicos S1 y S2, respectivamente, en las concentraciones correspondientes a los puntos de la curva analítica (0,01 a 0,05 mg mL-1).

El volumen de 1 μL de cada concentración fue inyectado en triplicata en el sistema CG-DFC y para los cálculos estadísticos, se utilizó el valor medio de los resultados obtenidos.

La linealidad de la franja de trabajo fue verificada a través de la lectura de la curva analítica, utilizando el método de los mínimos cuadrados ordinarios (MMQO). (16)


Límites de detección y de cuantificación del instrumento y del método
Los límites de detección y cuantificación del instrumento (LDI y LQI) y del método (LDM y LQM) fueron establecidos con base al método de la relación señal/ruido (S/R), en el cual se acepta la estimación de 3:1 para el LD y de 10:1 para el LQ, o sea, el ruido producido por la respuesta de la inyección de concentraciones conocidas de los analitos de interés debe ser tres veces mayor de que el ruido producido por el sistema cromatográfico de la línea de base para el LD y diez veces para el LQ.16 Esta relación (S/R) fue calculada por la ChemStation del cromatógrafo HP-7890.

Para establecer esta relación para los valores de los LDI y LQI se utilizó una concentración conocida con aproximadamente 0,01 mg mL-1 de todos los agrotóxicos en matriz (extracto blanco de la pulpa de leche en acetato de etilo), analizados en tres replicatas genuinas (n = 3).

Para el cálculo de LDM y LQM, seis replicatas genuinas de la muestra blanca de leche fueron fortificadas con la concentración de aproximadamente 0,01 mg mL-1 y analizadas por el método de ensayo. Los resultados obtenidos fueron utilizados para establecer la relación (S/R). En seguida, se calcularon las medias, los desvíos patrón de los resultados y los valores de los límites LDI, LQI, LDM y LQM.

Para confirmación de los resultados de los analitos fueron preparadas seis replicatas de la muestra blanco de leche en las concentraciones obtenidas de los LQM, calculados de cada analito analizado de acuerdo con el método de ensayo. En el caso de los analitos cuyos valores S/R no fueron iguales o superiores a 3:1, las concentraciones individuales fueron aumentadas, lo que permitió la obtención de valores más próximos del LDM y LQM.

Recuperación y repetitividad
El mismo procedimiento utilizado para el cálculo del LDM y del LQM fue usado para el cálculo de la tasa de recuperación y repetitividad de los 53 analitos y los criterios de aceptación fueron los indicados por el Codex Alimentarius (17) y SANCO (13): para la franja de concentración de este estudio (>0,01 y ≤ 0,1 mg kg-1), el intervalo de recuperación debe ser de 70% a 120% y los coeficientes de variación (CV) deben ser inferiores a 20%.

Resultados y Discusión

Selectividad
Las dos muestras blanco de leche utilizadas como matriz fueron adecuadas para la evaluación del método, por no haber presentado tR min iguales a los de los agrotóxicos en estudio.

Evaluación de mejor combinación de sorbentes para la utilización en la segunda fase dispersiva
De entre las seis combinaciones de sorbentes analizadas, apenas las con 50 mg PSA + 50 mg alúmina + 150 mg MgSO4 y con 50 mg PSA + 50 mg C18 + 50 mg alúmina + 150 mg MgSO4 demostraron mayor uniformidad en las recuperaciones para el conjunto de agrotóxicos evaluados en las mezclas S1 y S2, considerando la franja estipulada por el SANCO (13) (70% a 120%). La combinación 50 mg PSA + 50 mg alúmina + 150 mg MgSO4 fue la escogida, para ser utilizada en la segunda fase dispersiva, por presentar un desempeño mejor para los organofosforados acefato y clorfenvinfós (99 y 81%, respectivamente), cuando comparada con la de 50 mg PSA + 50 mg C18 + 50 mg alúmina + 150 mg MgSO4 (65 y 63%) y por utilizar una fase dispersiva a menos (C18).

En un trabajo anterior (12) el método Quechers en leche (tipo de leche no especificado) fue evaluado por CG-MS para diferentes agrotóxicos, de entre esos el acefato. Fue obtenida una recuperación para el agrotóxico estudiado de 107% (n = 3), en la concentración de 0,05 mg kg-1, utilizando la fase dispersiva 50 mg PSA + 50 mg C18 + 150 mg MgSO4. En este estudio solamente fue evaluada esa combinación, no habiendo sido evaluado también el agrotóxico clorfenvinfós.

Para los agrotóxicos estudiados (S1 y S2), las concentraciones utilizadas para fortificar la matriz y los resultados de las recuperaciones obtenidas con las seis diferentes combinaciones de sorbentes están descriptas en la Tabla 2S, material suplementario, en la cual es posible verificar las mejores tasas de recuperación (70% a 120%) en un mayor número de agrotóxicos evaluados. El agrotóxico diclorvós - también denominado DDVP – no presentó una recuperación adecuada con ninguna de las combinaciones estudiadas, lo que puede estar relacionado a varios factores, como la integridad del material de referencia utilizado o la extracción de la molécula.

El trabajo de monitoreo realizado en España (2) mostró la presencia de residuos de diclorvós en 5,78% de las muestras evaluadas en leche cruda.

Como el DDVP está presente en 39 medicamentos veterinarios antiparasitarios y es también un producto de degradación de 21 productos cuyo ingrediente activo es el triclorfom (no evaluado en este método), ambos utilizados en el ganado lechero, conforme los registros en el MAPA18, nuevos estudios deberán ser realizados para adecuar un método para análisis de este organofosforado.

Efecto de la respuesta cromatográfica acentuada e inducida por la matriz blanco de leche
En 30% de todos los agrotóxicos analizados - acefato, azinfós-etílico, demetom-S-metílico, dimetoato, fenamifós, formotiona fosfamidona, fosmete, malaoxon, metamidofós, ometoato, paraoxon-metílico, profenofós, monocrotofós, piridafentiona, tetraclorvinfós, triazofós y vamidotiona - el efecto matriz fue significante en los cinco niveles analizados.

En 12% - azinfós-metilico, etoprofós, nalede, protiofós, fentiona, pirimifós-etílico, terbufós - no fue demostrado efecto matriz en ninguno de los niveles evaluados (0,01; 0,02; 0,03; 0,04 y 0,05 mg mL-1). En los 58% restantes, correspondientes a los 28 agrotóxicos, el efecto matriz fue observado en al menos un nivel. El detalle de la presencia del efecto matriz en diferentes niveles se encuentra representado en la Tabla 1S del material suplementario.

Teniendo en cuenta el efecto matriz blanco de leche fue significante para la mayoría de los organofosforados analizados, se utilizó una curva con matriz para determinar la linealidad y la franja de trabajo.

Estudio de la linealidad y de la franja de trabajo
La correlación de la curva analítica, representada por el modelo matemático entre los valores numéricos de x y de y, es indicada por el coeficiente de Pearson – 'r'. El cuadrado de este coeficiente es llamado de coeficiente de determinación o simplemente R2. Los valores aceptados fueron R2 ≥ 0,95 y r ≥ 0,98.

En 40 de los 53 organofosforados evaluados fue posible observar que la regresión fue significativa y no demostró desvío de la linealidad en la franja evaluada (0,01 a 0,05 μg mL-1). (4)

Para los agrotóxicos diclorvós, etrinfos, forato, mevinfós, nalede y terbufós, la franja de ajuste linear solamente fue obtenida para un intervalo menor (0,02 a 0,05 μg mL-1), pues esos agrotóxicos no presentaron una buena sensibilidad en el primer punto de la curva (0,01 μg mL-1).

En la Tabla 3S, en el material suplementario, están representadas las ecuaciones de la recta de regresión empleada para la verificación del significancia de la regresión, del desvío de la linealidad y de la evaluación de la homogeneidad de la varianza de los residuos de la regresión de la curva analítica de la matriz blanca de leche, para los 49 agrotóxicos estudiados y los 4 productos de degradación. En la misma tabla también consta el análisis estadístico utilizado para evaluar la varianza de los residuos provenientes del ajuste de la curva analítica y está demostrado que todos los agrotóxicos analizados presentaron comportamiento "homocedástico" (Ccalculado < Ctabulado).

Todos los agrotóxicos evaluados presentaron el valor de R² dentro de la franja aceptable (R² ≥ 0,95 y r ≥ 0,98).

Límites de detección y de cuantificación del método
Los valores de LDM y LQM, obtenidos por S/R, se encuentran en las Tablas 1 y 2. Los agrotóxicos de S1 (acefato, azinfós-etílico, carbofenotiona, disulfotom-S-sulfurom, fosalona, metidationa, ometoato, pirazofós, profenofós y protiofós) y los de S2 (fosfamidona, malaoxon, pirimifós-etílico, clorfenvinfós, tetraclorvinfós, iodofenfós, fenamifós, vamidotiona, sulprofós, triazofós, piridafentiona, fosmete, sulprofós, triazofós, piridafentiona y fosmete) no presentaron S/R en la proporción 3:1 en la concentración de 0,01 mg kg-1. Por esta razón, se aumentó la concentración de esos agrotóxicos, de tal forma para obtenerse un S/R 3:1. Las etapas de recuperación y repetitividad fueron también evaluadas con esta misma concentración. Los valores de LQM en la franja de 0,002 a 0,009 mg kg-1 fueron obtenidos para la mayoría de los agrotóxicos evaluados (cerca de 57%) para la franja de 0,01 a 0,09 mg kg-1 (cerca del 44%). El agrotóxico iodofenfós presentó un LQM de 0,430 mg kg-1, un valor muy por encima del LQM adecuado a un análisis de residuos, hecho que debe estar relacionado a la baja selectividad del detector FPD, en el modo fósforo (P), al agrotóxico que posee solamente un P en su molécula. Nuevas evaluaciones podrán ser hechas para la sustancia en el mismo sistema de detección (FPD) en el modo azufre (S), pues el agrotóxico posee dos S en su molécula. El iodofenfós tiene uso permitido en productos desinfectantes, no siendo indicado para uso en corrales y/o instalaciones lecheras. Considerando que algunos agrotóxicos (Tabla 1) presentan valores de LQM inferiores al menor punto de la curva analítica, se adoptó el valor de 0,01 mg kg-1 como LQM, para todos los analitos evaluados en la determinación de rutina de esta matriz.

Recuperación y repetitividad
Los resultados de la recuperación y de la repetitividad de las seis replicatas de los agrotóxicos presentes en las S1 y S2 en las concentraciones 0,01 y 0,10 mg kg-1 se encuentran en la Tabla 3. Los valores de recuperación referentes a la media de las replicatas fueron adecuados para todos los agrotóxicos evaluados (franja 70% a 120%), excepto para el diclorvós. Aún para el diclorvós se analizó con la concentración de 0,097 mg kg-1; en ésta concentración los valores de recuperación también no se mostraron adecuados. Con esa evaluación fue posible demostrar que los LQM obtenidos para los organofosforados son adecuados, pues los valores de los desvíos patrón y los coeficientes de variación obtenidos, en la recuperación y repetitividad, fueron compatibles con los parámetros de la SANCO. (13)

Conclusión El método QuEChERS demostró ser eficiente para los 52 agrotóxicos y/o derivados de entre los 53 evaluados en las matrices de leche integral y pasteurizado. Los LQM obtenidos se mostraron eficientes para atender a las especificaciones del MAPA19 en lo que se refiere a los LMRs. Como no fueron obtenidos resultados satisfactorios para el diclorvós y teniendo en cuenta que es un agrotóxico muy utilizado en la medicina veterinaria y que sus residuos pueden contaminar la leche consumida por la población, deberán realizarse estudios para la implantación de un método analítico adecuado para su análisis.

Material Suplementario Está disponible en http://quimicanova.sbq.org.br, en la forma de archivo PDF, con acceso libre. La Tabla 1S presenta el efecto matriz identificado en la matriz leche por organofosforados para los 5 niveles de concentración estudiados. La Tabla 2S presenta los resultados de recuperación (%) obtenidos en la leche en 6 diferentes combinaciones de sorbentes, para los organofosforados estudiados. La Tabla 3S presenta la representación de la ecuación de la recta y la regresión, coeficientes de determinación para las franjas de trabajo estudiadas y la evaluación de la homogeneidad de la varianza de los residuos de la regresión de la curva analítica en el extracto orgánico en leche para los agrotóxicos estudiados.

Autores
Lucia Helena Pinto Bastos (*), Adherlene Vieira Gouvêa, Fabiola Málaga, Maria Helena Wohlers Morelli Cardoso, Silvana de Couto Jacob y Armi Wanderley da Nóbrega. Departamento de Química, Instituto Nacional de Controle de Qualidade em Saúde, Fundação Osvaldo Cruz. (Avenida Brasil 4365, CEP 21045-900, Rio de Janeiro, RJ, Brasil).

Contacto *e-mail: lucia.bastos@incqs.fiocruz.br

Agradecimientos
Al Consejo Nacional de Desenvolvimiento Científico y Tecnológico (CNPQ) y a la Fundación de Estudios y Proyectos del Ministerio de la Ciencia y Tecnología (FINEP).

Referencias
1. Sampaio, I. A.; comunicación pessoal.
2. Melgar, M. J.; Santaeufemia, M.; Garcia, A. M. J.; J.Environ. Sci. Health, Part B 2010, 45, 595.
3. Jardim, A. N. O.; Caldas, E. D.; Quim. Nova 2009, 32, 1898.
4. Kan, A. C.; R. Bras. Zootec. 2009, 38, 423.
5. Bastos, L. H. P.; Cardoso, M. H. W. M.; Nóbrega, A. W.; Jacob, S. C.; Cad. Saúde Colet. 2011,19, 51.
6. http://www.anvisa.gov.br, acessada em Abril 2012.
7. Prestes, D. O.; Adaime, M. B.; Zanella, R.; Scientia Chromatographica 2011, 3, 51.
8. Prestes, D. O.; Friggi, C. A .; Adaime, M. B.; Zanella, R.; Quim. Nova 2009, 32, 1620.
9. Anastassiades, M.; Lehotay, S. J.; Stajnbaher, D.; Schenck, F. J.; J. AOAC Int. 2003, 86, 412.
10. Lehotay, S. J.; Mástovská, K.; Ligtfield, R.; J. AOAC Int. 2005, 88, 615.
11. Jeong, I-S.; Kwak, B-M.; Jeong, S-H.; Food Chem. 2012, 133, 473.
12. Lehotay, S. J.; Mástovská, K.; J. AOAC Int. 2005, 88, 630.
13. European Community; Method validation and quality control procedures for pesticide residues analysis in food and feed, Document N° SANCO/ 2009/10684, Sweden, 2009.
14. United States Department of Agriculture; Chemical Compounds, PDP Commodity Grouping, Method Validation and Quality Control SOP No PDP- QC. 2010, Rev 01, Washington, 2010.
15. Thompson, M.; Ellison, S. L. R.; Wood, R.; Pure Appl. Chem. 2006, 78, 145.
16. Cardoso, M. H. W.; Gouvêa, A. V.; Nóbrega, A. W.; Abrantes, S. M. P.; Ciênc. Tecnol. Aliment. 2010, 30, 63.
17. Codex Alimentarius Comission; Pesticide residues in food: methods of analysis and sampling, 2nd ed., 2000, vol. 2A, part 1, Rome.
18. http://www.sindan.org.br, acessada em Abril 2012.
19. Ministério da Agricultura, Pecuária e Abastecimento; Instrución Normativa n° 24, Diário Oficial da União, 11 de agosto de 2011, n° 154.

Fuente: Química Nova – Vol. 35, No. 8, 1657-1663, 2012